Régulation transcriptionnelle du rétrotransposon copia de Drosophila melanogaster - troisième partie

Dans cette troisième partie, je vais continuer le chapitre 1 de l'Introduction avec le sous-chapitre dédié à la structure de la chromatine et aux histones.

Pour ceux qui veulent lire depuis le début, la première partie est ici: Régulation transcriptionnelle du rétrotransposon copia de Drosophila melanogaster - première partie

Pour ceux qui veulent un peu de contexte à cette thèse, je le fournis dans cet article: Ma thèse de doctorat en biologie moléculaire - les débuts

I.3 L'ADN dans le noyau - structure de la chromatine

Dans le noyau des cellules eucaryotes, l'ADN est en permanence en contact avec une multitude de protéines, qui remplissent, à des degrés différents, deux fonctions principales : stocker l'information génétique de manière stable dans un minimum d'espace tout en la gardant accessible en cas de besoin et, de plus, assurer l'interface nécessaire à la lecture et à l'interprétation de cette information en réponse aux événements de la vie cellulaire.

Dans la section qui suit, nous allons décrire la structure de la chromatine, en partant des unités les plus simples, les nucléosomes, jusqu'au caractéristiques morphologiques cytologiques qui distinguent différents états de condensation.

Le long de cette présentation, nous allons traiter plus en détail deux classes de protéines qui nous intéresseront par la suite, les histones et les protéines HMG. Pour rester fidèles à l'objectif de ce chapitre, nous allons prendre en discussion principalement les interactions qui contribuent à structurer la chromatine et reviendront sur les interactions impliquées dans le contrôle de la transcription dans la deuxième partie de cette introduction.

I.3.1 Les histones

Certaines des protéines présentes dans le noyau sont très abondantes, telles les histones dont le poids total est égal à celui de l'ADN. Chaque espèce d'histone représente entre 0,5 et 1 % du total des protéines cellulaires. Les histones sont des petites protéines (11-15 kDa, entre 102 et 135 acides aminés chacune) basiques, contenant une grande proportion d'acides aminés chargés positivement, principalement lysine et arginine.

Figure 8. Structure tridimensionnelle du histone-fold de TAF II 60 de drosophile (au centre).
_{J'ai remplacé l'image d'origine dans ma thèse par une version de meilleure résolution graphique trouvée ici}

Histones centrales, nucléosomes, fibre de chromatine de 10 nm

L'association de l'ADN avec les quatre histones centrales ("core histones") H2A, H2B, H3 et H4 forme la fibre de chromatine de 10 nm de diamètre (figure 9), où le matériel génétique est compacté environ six fois. Des étapes de compactage ultérieures aboutissent à un facteur de compactage final d'environ 10⁴ fois.

Figure 9 : Représentation schématique de deux nucléosomes dans l'arrangement "étendu" typique de la fibre de chromatine 10 nm.

La fibre de chromatine de 10 nm se présente sous la forme d'une chaîne d'unités répétées appelées nucléosomes dans lesquels 146 pb d'ADN entourent environ 1,75 fois un octamère formé par les histones centrales. Son étude par cristallographie de rayons X (Arents et al., 1991) a révélé une structure tripartite, dans laquelle un tétramère central (H3-H4)₂ est entouré par deux dimères H2A-H2B.

Malgré le faible degré de conservation de leur séquences en acides aminés (15 à 20 % d'identité pour une paire prise au hasard), chaque histone centrale présente deux domaines structuraux : un "repliement-histone", un motif structural tridimensionnel d'environ 65 résidus, que nous appellerons par la suite HF ou histone-fold et un domaine amino-terminal qui pointe vers l'extérieur du nucléosome où il peut interagir avec d'autres protéines régulatrices (Arents et Moudrianakis, 1993; Wolffe et Pruss, 1996).

Nous allons décrire plus en détail le motif protéique appelé "histone-fold" car nous le rencontrerons plus loin, dans la partie "Résultats".

Du point de vue architectural, le domaine HF peut être vu comme un motif hélice-brin-hélice dupliqué ou étendu, composé d'une courte hélice alpha d'environ 10 résidus, suivie d'un segment en brin beta, une longue hélice alpha (environ 27 résidus), un deuxième segment en brin beta et une autre petite hélice alpha de 10 résidus.

Ce domaine est probablement apparu suite à la duplication en tandem d'un motif hélice-brin-hélice initial (Arents et Moudrianakis, 1993). Sa présence dans les quatre histones centrales a conduit les auteurs mentionnés a proposer l'existence d'un gène précurseur, archétype unique codant pour une protéine liant l'ADN et qui a été sélectionné pour sa capacité à dimériser.

En effet, l'association en tête-à-queue de deux histone-folds permet l'hétérodimérisation des histones dans l'octamère. Une conséquence directe de la présence des domaines HF et de leur mode d'assemblage est l'apparition de motifs structuraux quaternaires servant à accommoder la double hélice de l'ADN dans le nucléosome. Les points de contact entre l'ADN et l'octamère impliquent des résidus chargés positivement situés dans le deuxième brin beta de chaque histone-fold et bien conservés dans les quatre histones (Arents et Moudrianakis, 1995).

L'étude détaillée des variations dans la structure primaire des quatre histones centrales (H2A, H2B, H3 et H4) a permis de mettre en évidence les particularités qui confèrent un rôle différent à chacun des quatre variants du domaine (Arents et Moudrianakis, 1995).

Du point de vue de l'évolution, l'apparition du domaine HF semble être la solution apportée au problème du compactage de l'ADN. Si l'expression la plus évoluée de cette solution se retrouve dans l'octamère eucaryote, des analogues plus simples peuvent être rencontrés dans des protéines liant l'ADN double brin chez certaines archaebactéries (protéines HMf, HMt et HMv; Baxevanis et al., 1995).

Le domaine HF a ultérieurement été retrouvé dans plusieurs autres protéines impliquées dans des interactions avec l'ADNs, notamment les TBP-Associated Factors TAFII40 et TAFII60 de drosophile (Kokubo et al., 1994), plus de détails en page 55).

Par l'utilisation d'algorithmes de comparaison de séquences et de recherche dans les bases de séquences protéiques, un large groupe de protéines contenant le domaine HF a été établi (Baxevanis et al., 1995). Ces protéines ont pour la plupart des fonctions dans le métabolisme de l'ADN et sont impliquées dans des interactions protéine-protéine ou protéine-ADN comme les histones apparentées.

Il a ensuite été montré pour TAFII40 et TAFII60 que leurs domaines HF (ressemblant à ceux des histones H3 et H4 respectivement) formaient un hétérodimère mais pas d'homodimères (Nakatani et al., 1996).

Il a ensuite été montré pour TAFII40 et TAFII60 que leurs domaines HF (ressemblant à ceux des histones H3 et H4 respectivement) formaient un hétérodimère mais pas d'homodimères (Nakatani et al., 1996).

Cependant, la formation d'une structure de type nucléosome, où l'ADN viendrait s'enrouler autour des TAFs contenant un HF, est peu probable, car les résidus critiques pour l'interaction entre H3, H4 et l'ADN ne sont pas conservés dans les TAFs correspondantes. Il apparaît ainsi que l'utilisation de ce motif dans les TAFs est principalement liée à sa capacité à intervenir dans la formation d'hétérodimères.

L'assemblage des nucléosomes est un processus très conservé dans l'évolution et intimement lié à la réplication de l'ADN (pour une revue, Adams et Kamakaka, 1999). Lors du passage de la fourche de réplication, la structure nucléosomale est perturbée transitoirement par un mécanisme encore inconnu mais d'une manière supposée similaire au transfert des nucléosomes pendant la transcription.

La chaîne d'ADN naissante est intégrée dans des nouveaux nucléosomes par un processus en deux étapes qui reflète leur structure physique. La première consiste en la formation du tétramère (H3-H4)₂, suivie par celle de deux dimères H2A-H2B. Ces deux étapes nécessitent l'intervention de facteurs protéiques auxiliaires et la modification préalable par acétylation des histones nouvellement synthétisées.

Figure 10 : Arrangement spatial "en zig-zag" de neuf nucléosomes (symbolisés par les boules noires) dans la fibre de chromatine de 30 nm des érythrocytes de poulet (d'après Bednar et al., 1998).

Après la déposition des histones centrales et la formation des nucléosomes, la chaîne de chromatine naissante subit une maturation qui aboutit à la formation d'une fibre d'un diamètre d'environ 30 nm (figure 10), résistante à la digestion par la DNaseI, étape à laquelle la cinquième histone, H1, contribue de manière déterminante. Cette étape est également dépendante d'un complexe multiprotéique qui utilise de l'ATP.

Pour garder une taille d'article plus "digeste" je vais m'arrêter ici et traiter de l'histone H1 et de la fibre de chromatine de 30nm dans le prochain. Nous avons désormais couvert (avec les trois articles) 33 pages imprimées.

La suite dans la quatrième partie ici

Pour ceux qui veulent relire la seconde partie, voici un lien direct

Références bibliographiques

Adams, C.R. and Kamakaka, R.T. (1999). Chromatin assembly : biochemical identities and genetic redundancy. Curr.Opin.Genet.Dev. 9, 185-190.

Arents, G., Burlingame, R.W., Wang, B.-C., Love, W.E., and Moudrianakis, E.N. (1991). The nucleosomal core histone octamer at 3.1 A resolution: a tripartite protein assembly and a left-handed superhelix. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 88, 10148-10152.

Arents, G. and Moudrianakis, E.N. (1993). Topography of the histone octamer surface : Repeating structural motifs utilized in the docking of nucleosomal DNA. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 90, 10489-10493.

Arents, G. and Moudrianakis, E.N. (1995). The histone fold : A ubiquitous architectural motif utilized in DNA compaction and protein dimerization. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 92, 11170-11174.

Baxevanis, A.D., Arents, G., Moudrianakis, E.N., and Landsman, D. (1995). A variety of DNA-binding and multimeric proteins contain the histone fold motif. Nucleic Acids Res. 23, 2685-2691.

Bednar, J., Horowitz, R.A., Grigoryev, S.A., Carruthers, L.M., Hansen, J.C., Koster, A.J., and Woodcock, C.L. (1998). Nucleosomes, linker DNA, and linker histone form a unique structural motif that directs the higher-order folding and compaction of chromatin. Proc.Natl.Acad.Sci.USA 95, 14173-14178.

Kokubo, T., Gong, D.W., Wootton, J.C., Horikoshi, M., Roeder, R.G., and Nakatani, Y. (1994). Molecular cloning of Drosophila TFIID subunits. Nature 367, 484-487.

Nakatani, Y., Bagby, S., and Ikura, M. (1996). The Histone Folds in Transcription Factor TFIID. J.Biol.Chem. 271, 6575-6578.

Wolffe, A.P. and Pruss, D. (1996). Chromatin : hanging on to histones. Curr.Biol. 6, 234-237.

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